植物生理指标测定方法
1、叶片持水率
择植株上部枝条健康完整的定型叶，每种依据叶片大小摘取叶片，混均匀后分成三份即时称量鲜重，后置入40℃恒温烘箱中，烘40 min，取出称重，再置入85℃烘箱中恒温烘至恒重。
离体叶片，在单位时间内，水分损失的大小，反映叶片持水能力的高低，水分损失越小，其叶片保水能力就越高，就越耐干旱。故失水率的大小，表示叶片持水能力的高低，失水率越小，其持水能力就越高。计算公式如下： 失水率=[（鲜重－40℃烘40 min重）÷（鲜重－85℃烘至恒重）]×100%。
2、植物暂时萎蔫率测定
观测植株叶片萎蔫下垂、翌日晨不能恢复正常者，即取盆中土壤测定。其方法为，将植株连土团倒出，用小刮铲，小心而迅速从根的周围取土，剔除粗粒沙石及残根等杂物，装入已称重的备用铝盒，及时称重，带回室内置于105℃烘箱内烘至恒重。取样后，及时复盆并淋透水，置于棚内继续养护，观察能否生还，如能生还，数据可用，如果植株死亡，则需重做。每种植物每次测试一盆，（做3次重复）按下式计算暂时萎蔫率： 暂时萎蔫率=[（土壤湿重－土壤干重）÷土壤干重]×100%。
3、叶片相对含水量
取各植株相同部位叶片，首先测定植物叶片的鲜重M1，后将叶片浸入蒸馏水中5-6 h，使叶片吸水达到饱和状态，取出擦干叶片至表面无水分残留，再称重，得植物叶片的饱和鲜重M2，最后将植物叶片放进烘箱，105℃杀青半小时，再于85℃环境下烘至恒重，得叶片干重M3。
叶片相对含水量按公式计算。
式中： M1：为叶片的鲜重，M2为叶片的饱和鲜重，M3为叶片干重
4、相对电导率
用DDS—6700型电导率仪测定，取各植株相同部位叶片，用蒸馏水拭净叶片表面和背面，用剪刀去除叶片中脉，余下部分剪成大小为5mm×5mm的叶片。取0.20g各3份放入锥形瓶中并加入30ml蒸馏水，放于真空干燥器中，用真空泵抽气10min，以抽出细胞间隙空气。缓慢放入空气，水即渗入细胞间隙，叶片变成透明状，细胞内溶质易于渗出。取出锥形瓶，间隔几分钟振荡一次，在室温下保持30min。用已经事先预热好的电导仪测定电导率L1，再将加塞锥形瓶转入沸水中，水浴20 mins，取出冷却至室温后测定电导率L2。 细胞膜相对透性（相对电导率）按公式计算。
式中：L1为叶片煮沸前外渗液的电导值；L2为叶片煮沸后外渗液的电导值
5、可溶性糖的测定
试剂：蒽酮乙酸乙酯—1g蒽酮溶于50ml乙酸乙酯中，贮于棕色瓶中（黑暗中可保存数星期，如有结晶析出，可微热溶解。 标准曲线的制作：
1％蔗糖标准液—蔗糖于80℃下烘至恒重，精确称取1.000g。加少量水溶解，转入100ml容量瓶中，加入0.5ml浓硫酸，定容至刻度。
100mg/L蔗糖溶液—吸取1％蔗糖标准液1ml加入100ml容量瓶中，定容至刻度。
取20ml刻度试管11支，从0~10分别编号，按表1加入100mg/L蔗糖溶液和水，除空白外，各浓度均重复二次。
管 号 100mg/L蔗糖（ml） 水（ml） 蔗糖加入量（μg） 0 0 2.0 0 1-2 3-4 0.4 1.6 40 5-6 0.6 1.4 60 7-8 0.8 1.2 80 9-10 1.0 1.0 100 0.2 1.8 20 加完溶液后，按顺序向试管内加入0.5ml蒽酮乙酸乙酯试剂和5ml浓硫酸。浓硫酸要沿管壁缓缓加入，然后将试管轻摇一下，待乙酸乙酯水解后，再充分摇动试管数次（注意勿将硫酸溅出），使液体混匀，立即放入沸水浴中准确保温1min，取出后自然冷却至室温，以空白作参比，在630nm波长下测其光密度，以糖含量为横坐标，光密度为纵坐标，绘制标准曲线。
并求出标准曲线的直线的方程。
可溶性糖的提取：取新鲜植物叶片，擦净表面污物，称取0.1~0.3 g叶片，共5份，分别放入5支刻度试管中，加入5~10 ml 蒸馏水，塑料薄膜封口，于沸水中提取30min（提取2次），提取液过滤入25ml容量瓶中，反复冲洗试管及残渣，定容至刻度。
样品测定：准确吸取样品提取液或水解液2ml于大试管中，2ml样品液中总含糖量应在20-100μg之间，若超出此值，则应稀释样品液（或减少样品液用量，然后加水使液体总量达到2ml），以下步骤与标准曲线测定相同。根据所测光密度查标准曲线，即可得出每ml样品液中碳水化合物总量。 计算可溶性糖含量：
可溶性糖含量（％）＝C×V×n /(106×a×W)
式中C－标准方程求得糖量（g） V－提取液量（ml）
a－吸取样品液体积（ml） n－稀释倍数 W－组织重量（g）
6、脯氨酸的测定
试剂：80%乙醇；2.5%酸性茚三酮显色液：1.25g茚三酮溶于30ml冰乙酸和20ml6mol/L磷酸中（3:2混合）搅拌加热（70℃）溶解，贮于冰箱中；6mol/L磷酸：40.8ml溶于100ml水中
标准曲线制作
脯氨酸标准溶液：称取0.025g脯氨酸，蒸馏水溶解后定容至250ml，其浓度为100μg/ml。再分别取此液0.5ml，1ml，2ml，3ml，4ml，5ml放入25ml的容量瓶中，用蒸馏水定容，即成2μg/ml，4μg/ml，8μg/ml，12μg/ml，16μg/ml，20μg/ml的脯氨酸标准液。
取7支具塞刻度试管按表1加入各试剂。混匀后加玻璃球塞，在沸水中加热1 h。以“0”管为对照在波长520nm下比色。
管 号 0 1 2 3 4 5 6 标准脯氨酸量(ml) 0 2 2 2 2 2 2 冰乙酸(ml) 2.0 2.0 2.0 2.0 2.0 2.0 2.0 茚三酮(ml) 2.0 2.0 2.0 2.0 2.0 2.0 2.0 脯氨酸含量(μg) 0 2 4 8 12 16 20 以光密度值为纵坐标，脯氨酸含量为横坐标，绘制标准曲线，求线性回归方程。 样品测定：
脯氨酸提取：取不同处理的剪碎混匀植物叶片0.2~0.5g，加入适量80%乙醇、少量石英砂，于研钵中研磨成匀浆。匀浆液全部转移至10ml刻度试管中，用80%乙醇洗研钵，将
洗液移入相应的刻度试管中，最后用80%乙醇定容至刻度，混匀，80℃水浴中提取20 min。 除去干扰的氨基酸：向提取液中加入约0.2g人造沸石和0.1g活性碳，强烈震荡5min，过滤，滤液备用。
脯氨酸含量测定：吸取上清液2ml，加2ml冰乙酸和2ml茚三酮，于沸水浴中加热1h。以空白管为对照，在波长520nm下比色测定。
结果计算：从标准曲线中查出测定液中脯氨酸浓度，按下式计算样品中脯氨酸含量的百分数：
脯氨酸（质量分数）=C×Vt/W×Vs×106
式中 C—提取液中脯氨酸含量（μg），由标准曲线求得； Vt—提取液总体积（ml）；
Vs—测定时所吸取提取液的体积（ml）； W—样品重量（g）。
7、POD的测定
试剂：20mmol/L KH2PO4 —1.36g加水定容至500ml的容量瓶中；0.1mol/L磷酸缓冲液（PH6.0）—87.7ml 0.2mol/LNaH2PO4(15.6g NaH2PO4· 2H2O溶于500ml水中)加12.3ml 0.2mol/LNa2HPO4 （35.8g Na2HPO4· 12H2O溶于500ml水中）；反应混合液—100mmol/L磷酸缓冲液（PH6.0）50ml，加入愈创木酚28ul，于磁力搅拌器上加热搅拌，至愈创木酚溶解，冷却后加入30％过氧化氢19ul，混合保存于冰箱中。
粗酶液的提取：称取植物(小麦叶片)材料1g，加20mmol/L KH2PO4 5mL，于研钵中研磨成匀浆，以4000r/min离心15分钟，收集上清液保存在冷处，所得残渣再用5mL KH2PO4溶液提取一次，全并两次上清液。
酶活性的测定：取比色皿2只，于一只中加入反应混合液3mL， 1mL KH2PO4，作为校零对照，另一只中加入反应混合液3mL，上述酶液1mL(如酶活性过高可适当稀释)，立即开